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Importance des héparanes 3-O-sulfatés dans les réponses anti-apoptotiques induites chez le macrophage par la protéine gD de HSV-1 et la cyclophiline B

Notre Equipe a pour objectif de comprendre la régulation d’expression et d’activité des héparanes sulfotransférases et leurs rôles dans les réponses cellulaires induites par les interactions héparanes sulfates/médiateurs inflammatoires.

Equipe FA

 

Correspondance:

 

La dernière étape de maturation des héparanes sulfates (HS) est la 3-O-sulfatation de certains résidus de glucosamine. Même si cette modification peut être catalysée chez l’Homme par sept 3-O-sulfotransférases (3-OSTs), elle n’en demeure pas moins la sulfatation la plus rare, et peu de ligands des HS 3-O-sulfatés ont été décrits à ce jour (1). Parmi ces ligands, la protéine gD du virus HSV-1 et la cyclophiline B (CyPB) ont fait l’objet de nombreuses études, qui ont démontré que leurs activités sont dépendantes des HS 3-O-sulfatés (2-6). Si la protéine gD est nécessaire à la fusion membranaire entre le virus et ses cellules cibles, elle apparait également être impliquée dans l’activation de voies annexes par le virus, telles que la protection des cellules infectées contre l’apoptose (7,8). La CyPB, quant à elle, est capable d’atténuer les réponses pro-inflammatoires des macrophages primaires (9). Dans ce contexte, nous avons comparé les activités protectrices de la protéine gD et de la CyPB dans les macrophages et le rôle des HS 3-O-sulfatés dans ces processus.

En fonction de ses cellules cibles, la protéine gD peut interagir avec quatre cibles membranaires, les nectines-1 et -2, HVEM et les HS 3-O-sulfatés. En raison de ce large choix, HSV-1 possède un tropisme d’infection très large. Nous avons alors analysé les profils d’expression des différentes 3-OSTs et des récepteurs de HSV-1 gD dans les macrophages primaires. En premier lieu, nous avons confirmé que la 3-OST2 est largement exprimée dans les macrophages, ce qui suggère qu’elle est à l’origine de la génération des motifs HS 3-O-sulfatés dans ces cellules (10). En complément, nous avons observé que HVEM est fortement exprimé, alors que la nectine-2 est présente à un taux très faible. Nous avons alors démontré que la protéine gD se fixe effectivement à la surface des macrophages, et que l’interaction est inhibée en présence d’un excès de CyPB (Figure 1).

 

figure 1

 Figure 1 : Fixation de HSV-1 gD à la surface des macrophages. Les cellules ont été traitées en absence (panel a) ou en présence de 250 nM de protéine HSV-1 gD étiquetée poly-His, seule (panel b) ou avec 2,5 µM de CyPB (panel c). La fixation de HSV-1 gD a été visualisée par un anticorps anti-His-tag conjugué à Alexa-488 (fluorescence verte). Les noyaux sont colorés par un marquage DAPI (fluorescence bleue). Scale bar = 10 µm.

 

Ces premiers résultats suggérant que les sites de fixation des deux protéines sont les mêmes, nous avons décidé d’utiliser une approche par ARN interférence pour cibler les HS 3-O-sulfatés. Nous avons ainsi montré que l’invalidation de la 3-OST2 réduit les capacités de la protéine gD et de la CyPB à activer les voies de signalisation PI3-K/Akt et Erk/MAPK et à moduler l’expression des protéines anti-apoptotiques Bcl-2 et Bcl-XL. De plus, l’effet protecteur contre l’apoptose induite par activation de la caspase-3 est considérablement atténué en absence de 3-OST2, ce qui indique que les réponses médiées par la protéine gD et la CyPB sont bien dépendantes des HS 3-O-sulfatés. En parallèle, nous avons montré les réponses anti-apoptotiques induites par les deux ligands sont également réduites après invalidation de HVEM, alors que la nectine-2 n’est pas impliquée. Dans leur ensemble, nos résultats démontrent que la protéine HSV-1 gD et la CyPB partagent les mêmes propriétés protectrices en interagissant avec des sites de fixation communs à la surface des macrophages (Figure 2).

 

 figure 2

Figure 2 : La protéine HSV-1 gD et la CyPB protègent les macrophages contre l’apoptose en interagissant avec HVEM et les HS 3-O-sulfatés.

 

Références

 1. Thacker et al., 2014, Matrix Biol. 35, 60-72.

 2. Shukla et al., 1999, Cell 99, 13-22.

 3. Tiwari et al., 2006, J. Virol. 80, 8970-8980.

 4. Vanpouille et al., 2007, J. Biol. Chem. 282, 24416-24429. 

 5. Deligny et al., 2010, J. Biol. Chem. 285, 1701-1715.

 6. Choudhary et al., 2011, J. Biomed. Biotechnol. 2011, 2643-2650.

 7. Medici et al., 2003, J. Biol. Chem. 278, 36059-36067. 

 8. Sciortino et al., 2008, Biochem. Pharmacol. 76, 1522-1532. 

 9. Marcant et al., 2012, J. Immunol. 189, 2023-2032. 

10. Martinez et al., 2015, Glycobiology 25, 502-513. 

 

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