Aller au contenu. | Aller à la navigation

Outils personnels

This is SunRain Plone Theme

Navigation

Vous êtes ici : Accueil / Gagosciences / Les axes scientifiques

Les axes scientifiques

 

 

Axe 1 : Structure des GAGs

 

Les GAGs constituent une famille de polysaccharides linéaires complexes. Ils partagent une organisation structurale commune, basée sur la répétition d’une unité disaccharidique comprenant (exception faite des kératanes sulfate) un acide uronique (acide D-glucuronique -GlcA- ou acide L-iduronique -IdoA-) et une hexosamine (glucosamine -GlcNAc- ou galactosamine -GalNAc-) pouvant être variablement sulfatés. La nature des sucres formant ces unités disaccharidiques ainsi que les types des liaisons glycosidiques impliquées permettent de définir les différents membres sulfatés de cette famille, parmi lesquels on trouve les chondroïtines et dermatanes sulfate (CS/DS), les héparanes sulfate (HS) et l’héparine.

 

Les CS et DS sont caractérisés par la répétition d’unités GalNAc associées à un GlcA exclusivement (pour les CS) ou aux deux formes épimériques GlcA/IdoA, dans le cas des DS. Les CS/DS sont les GAGs majoritairement retrouvés dans les tissus conjonctifs et tout particulièrement les cartilages, la cornée et la peau, mais aussi dans le cerveau où ils jouent un rôle majeur. Les CS/DS peuvent être variablement sulfatés, en C-4 ou C-6 du résidu galactosamine, ou en C-2 de l’acide uronique.

 

Structure des unités disaccharidiques des CS/DS
L'unité disacchairdiques des CS/DS se compose d'une N-acetyl-galactosamine (GalNAc) associée à un acide uronique (UA), qui peut être soit un acide glucuronique, soit un acide iduronique. Le profil de sulfatation définit les différentes unités disaccharidiques  (unités 0-E des CS, et i0-iE des DS)

 

Les HS  et l’héparine sont les GAGs présentant le plus haut degré de diversité structurale. Ils possèdent une organisation structurale commune, leur unité disaccharidique comprenant une glucosamine associée soit à un GlcA, soit à un IdoA, et se caractérisent par un degré de sulfatation très élevé. En effet, le résidu glucosamine peut être soit N-acétylé, soit N-sulfaté, soit plus rarement présenter un groupement amine non-substitué. Par ailleurs, des O-sulfatations peuvent prendre place en C-2 de l’acide uronique, en C-6 de la glucosamine, et plus rarement en C-3 de ce même résidu. Combinées entres elles, l’ensemble de ces modifications (épimérisation, N- et O-sulfatation) permet théoriquement de constituer 48 motifs disaccharidiques différents et conduit donc à un niveau de diversité considérable le long de la chaîne saccharidique. Une autre particularité des HS et de l’héparine, liée au mécanisme de fonctionnement de leur voie de biosynthèse, est que ces modifications sont localisées dans certaines régions de la chaîne saccharidique. Ceci confère donc à ces polysaccharides une organisation moléculaire unique, où des domaines peu ou pas substitués, présentant donc très majoritairement le motif disaccharidique de base GlcA - GlcNAc, alternent avec des régions hautement substituées, caractérisées par de très forts degrés de sulfatation et d’hétérogénéité structurale. Ces domaines sont respectivement appelés domaines NAc et domaines NS, car principalement définis par la nature de leurs résidus glucosamines (N-acétylées ou N-sulfatées). Les domaines NS sont à l’origine de la plupart des propriétés biologiques des HS et de l’héparine, ceux-ci renfermant l’ensemble de l’information nécessaire à la reconnaissance et à la fixation de leurs ligands protéiques.

 

Structure des HS
L'unité disaccharidique des HS se compose d'une N-acétyl glucosamine (GlcNAc) associée à un acide glucuronique(GlcA). Les modifications de ce motif de base portent sur la N-déacétylation/N-sulfatation des glucosamines (1), l’épimerisation d’acide glucuronique (GlcA) en acide iduronique (IdoA)(2) et la O-sulfatation de groupements hydroxyles précis : en C-2 de l’IdoA(3), en C-6(4) et occasionnellement en C-3(5) de la glucosamine. L’arrangement de ces disaccharides définit des zones relativement homogènes et faiblement modifiées (domaines NAc) et des domaines très sulfatés, de séquences hypervariables (domaines S).

 

 

 

La structure des GAGs (nature, taille des chaînes, profil de sulfatation) détermine donc largement leurs activités biologiques. A la surface cellulaire, ces propriétés structurales sont extrêmement dynamiques et varient de manière considérable selon le type de cellule étudié, son niveau d’activation ou de différenciation, ou son état physio-pathologique. La réponse d’une cellule à des stimuli externes (protéines de signalisation, cytokines pro-inflammatoires, facteurs de croissance pro-angiogéniques, molécules intervenant dans la reconnaissance hôte/pathogènes…) est donc intimement liée au « paysage glycanique» présent à sa surface, et la compréhension de ces phénomènes nécessite une connaissance approfondie de la structure des GAGs qui leur sont associés. Le GDR « GAGs » se donne pour ambition de rassembler un éventail très large d’expertises et d’outils méthodologiques qui pourront être mis à disposition de projets scientifiques collaboratifs. Ainsi, l’extraction, la purification et l’analyse structurale des GAGs issus de cellules sont des techniques maîtrisées par l’équipe RV/HLJ, par des approches biochimiques (1) ou par RMN (2), tandis que les équipes SFG/MO et DPG ont reporté la purification et l’analyse de GAGs issus de cartilage, de muscle cardiaque et de cerveau (3-5). Des techniques sont également disponibles pour la caractérisation d’oligosaccharides, telles que le séquençage (équipe RV/HLJ (6)), ou l’analyse par spectrométrie de masse MALDI et ESI (équipe RD (7-9)). Il est enfin important de noter que ces différentes approches analytiques pourront bénéficier de la préparation par synthèse chimique d’oligosaccharides de GAGs authentiques par les équipes DB/CLN, JMM et CLB. Ces compétences devraient nous permettre d’accéder à des informations précises sur les caractéristiques structurales des GAGs d’un système biologique donné. Elles permettront entre autres : (i) d’observer une évolution structurale des GAGs suite à un changement d’état (activation, différenciation cellulaire, passage d’un phénotype physiologique à pathologique…), (ii) de suivre l’activité et d’étudier les spécificités de substrat d’enzymes de la biosynthèse (glycosyltransférases, sulfotransférases…) ou de la dégradation des GAGs (glycosidases, sulfatases…) et (iii) de caractériser des motifs saccharidiques présentant des activités biologiques données (interaction avec certains ligands protéiques ou familles structurales et/ou fonctionnelles de ligands protéiques), afin de mettre en évidence des relations structure-fonction.

 

Axe 2 : Fonction, les interactions protéines/GAGs

 

Comme expliqué précédemment, les fonctions biologiques des GAGs sont directement liées à leur capacité à fixer une grande variété de protéines.  D’un point de vue mécanistique, le rôle de ces interactions s’étend bien au-delà de simples phénomènes de capture/séquestration. Les GAGs, notamment les HS, peuvent induire des changements conformationnels de leurs ligands, et ainsi modifier leur activité. Ce phénomène est en particulier à l’origine des propriétés d’activation de l’antithrombine-III par l’héparine, qui demeure de nos jours la molécule anticoagulante la plus utilisée en clinique (10). Les GAGs jouent un rôle de corécepteurs pour de nombreux facteurs de croissance ou, au contraire, limitent l’accès de certains effecteurs à leurs récepteurs. Ils protègent certaines cytokines de la dégradation, mais dirigent une protéolyse ménagée pour d’autres ligands, conduisant à leur activation. Ils contribuent à la formation et à la stabilisation de gradients directionnels de chimiokines nécessaires au guidage des leucocytes vers les sites inflammatoires. Ils jouent également un rôle dans les processus d’adhésion et de migration cellulaires en liant des domaines spécifiques des protéines matricielles. Enfin, dans un contexte infectieux, ils servent de récepteurs d’attachement et d’entrée pour de nombreux agents pathogènes, notamment des virus (11), et de centres de nucléation pour des particules protéopathiques (prions, oligomères amyloïdes de tau et d’ α-synucléine) impliquées dans la pathophysiologie des maladies neurodégénératives (12-14).

 

 

L’accumulation des travaux récents dans ce domaine souligne l’importance de ne plus limiter l’étude des interactions protéines/GAGs à des questions d’affinité, de motifs de reconnaissance consensus (du côté de la protéine) ou de densité de charge (du côté du polysaccharide). Ils doivent désormais prendre en compte des notions de structure tridimensionnelle (agencement des sulfates des GAGs dans l’espace, épitopes de fixation conformationnels sur les protéines, rôle éventuel du désordre intrinsèque des protéines à l’origine d’une plasticité structurale importante…) ou de dynamique d’interaction (des protéines fixant les GAGs peuvent présenter des affinités équivalentes mais des constantes cinétiques d’association/dissociation très différentes). Des progrès considérables ont été réalisés dans l’analyse de ces interactions, notamment par des équipes du regroupement. Outre les techniques d’analyse classiques (chromatographie d’affinité, ELISA, filter binding assay…), des approches expérimentales ont été développées afin de visualiser les interactions protéines/GAGs dans un contexte cellulaire par la technologie de FRET (équipe DPG, (15)), d’étudier leur dynamique en résonance plasmonique de surface (SPR, équipes RV/HLJ et SRB) et en calorimétrie de titration isotherme (ITC, équipe AI/CB), mais également de déterminer les caractéristiques structurales des complexes formés par RMN (équipe RV/HLJ) et par de nouvelles méthodes couplées à la spectrométrie de masse, telles que l’électrophorèse capillaire d’affinité/ESI-MS (16) et la résonance plasmonique de surface SPR-MS (17) (équipe RD). Une analyse à l’échelle de la molécule unique permettant la détection de molécules individuelles de GAGs a également été mise au point, avec pour objectif d’accéder aux variations structurales fines inter-individuelles au sein d’une population d’oligosaccharides (équipe RD) (18). Une technique de cartographie des sites d’interaction aux GAGs sur les protéines a été mise au point par l’équipe RV/HLJ (19). Enfin, des approches in silico permettent l’étude des complexes protéines/GAGs par modélisation moléculaire (équipe AI/CB) et la construction ainsi que l’analyse topologique, structurale et fonctionnelle des réseaux d’interactions dynamiques (interactomes) impliquant les GAGs dans des processus physio-pathologiques (équipe SRB, (20-22)). Une base de données stockant entre autres les données d’interactions protéines-GAGs a été développée par l’équipe SRB (MatrixDB, http://matrixdb-new.ibcp.fr/, (20)). Celle-ci est publiquement accessible et intégrera les données d’interactions qui seront obtenues par les membres du GDR.

L’immense diversité structurale des GAGs constitue une barrière importante à l’analyse des interactions protéine/GAGs. Face à ce défi, les progrès réalisés en glycochimie ouvrent de nouveaux horizons pour l’étude de ces molécules. Ainsi, l’obtention par synthèse chimique de structures saccharidiques définies en quantité importante devrait permettre d’explorer des relations structure/fonctions précises et d’utiliser certaines approches biophysiques (RMN, cristallographie aux rayons X, ITC, nano-confinement de molécules individuelles) pour la caractérisation des interactions. La synthèse totale d’oligosaccharides de GAGs (HS et CS/DS) demeure extrêmement complexe, mais les équipes DB/CLN, JMM et CLB possèdent dans ce domaine des expertises uniques et reconnues. Ces équipes ont développé des méthodes de synthèses originales et efficaces (chimie combinatoire, hémisynthèse en partant de polymère naturel de chondroïtine ou d’analogues, modification enzymatique des composés obtenus, etc.) afin d’obtenir des composés de structures bien définies (stéréochimie et positions contrôlées des groupements sulfates). Enfin, pour les HS, la production de structures saccharidiques par des approches chimio-enzymatiques constitue une alternative intéressante à la synthèse totale (23, 24).  Des polysaccharides produits par certaines souches bactériennes (et donc disponibles en grandes quantités), présentant les caractéristiques de chaînes d’HS immatures ou de séquences osidiques proches de l'acide hyaluronique (polysaccharide de Vibrio diabolicus) peuvent être en effet modifiés de manière contrôlée par des enzymes de biosynthèse recombinantes pour obtenir des motifs sulfatés définis. Les enzymes de la biosynthèse chez les bactéries marines productrices de polysaccharides pourraient également apporter de nouveaux outils pour la modification de précurseurs de GAGs; le séquençage des génomes bactériens permet en effet d’identifier les CAZymes et les sulfotransférases en vue de leur clonage et développement en tant qu’outil biotechnologique (25). Le développement de telles approches est actuellement poursuivi par les équipes RV/HLJ, BP et SCJ et certains outils (souches bactériennes, enzymes recombinantes, génomes) sont d’ores et déjà disponibles. Ces deux approches (synthétiques ou chimio-enzymatiques)  devraient contribuer à débloquer un important verrou méthodologique, car l’accès à des oligosaccharides de séquences variables et définies permettrait d’étudier de façon plus systématique les questions de spécificité dans les relations structure/fonction.

Enfin, un dernier aspect de l’activité des GAGs qui demeure encore largement à explorer concerne le rôle joué par le "core" protéique des PGs portant les chaînes polysaccharidiques. Selon leur nature, les PGs vont en effet diriger la localisation des chaînes de GAGs dans un compartiment biologique donné (cellulaire, matriciel, circulant..) et ainsi conditionner la nature des ligands que le polysaccharide sera susceptible de rencontrer. Une connaissance précise des PGs est donc essentielle à la compréhension de l’organisation des GAGs à la surface cellulaire (clustering, localisation dans les rafts…) et au sein de l’architecture de la matrice extracellulaire. De plus, il a également été montré que la fixation d’un ligand sur une chaîne de GAGs pouvait induire une cascade de signalisation intracellulaire, via le domaine cytoplasmique de certains protéoglycanes, tels que les Syndécanes (26-28). La présence au sein du GDR de l’équipe PR, qui est spécialisée dans ces questions, devrait ouvrir de nouvelles opportunités d’étude de la complémentarité fonctionnelle entre les GAGs et les "cores" protéiques des PGs.

 

Axe 3 : Régulation et Biosynthèse

 

Au vu des étroites relations structure-fonction régissant l’activité des GAGs, la réponse des cellules à toute une variété de stimuli protéiques (protéines de signalisation, cytokines, facteurs de croissance, agents pathogènes…) va donc dépendre fortement de la nature et de la structure des GAGs exprimés à leur surface, mais également de la capacité de ces cellules à faire évoluer ce profil glycanique en fonction des variations dans le microenvironnement cellulaire. Pour ce faire, la machinerie cellulaire catalysant la néosynthèse de chaînes de GAGs est très dynamique et extrêmement bien régulée (29). La biosynthèse des GAGs débute avec la formation d’un motif tétrasaccharidique universel (commun à tous les GAGs), de séquence Xyl – Gal – Gal – GlcA, permettant l’attachement covalent de ces polysaccharides au "core" protéique des PGs. Une étape cruciale correspond ensuite à l’ajout d’un résidu glucosamine (qui conditionnera ensuite l’ensemble du processus vers la synthèse d’HS) ou d’une galactosamine (orientant alors vers la synthèse de CS/DS). L’élongation de la chaîne saccharidique s’effectue alors à partir du tétrasaccharide  "linker"  par l’addition séquentielle de GlcA et de GlcNAc (pour les HS) ou de GalNAc (pour les CS/DS), pour aboutir à une chaîne de GAG immature. Enfin, la dernière étape correspond à différentes phases de modifications du polysaccharide : N-déacétylation/N-sulfatation des glucosamines (pour les HS), épimérisation de GlcA en IdoA (HS et DS), et O-sulfatation en diverses positions du motif disaccharidique (figure 2).

La plupart des éléments de cette machinerie étonnamment complexe n’ont été identifiés qu’au cours des 15 dernières années. Ce champ disciplinaire est donc relativement récent et, même si les gènes des différentes enzymes (ou  familles d’enzymes) impliquées ont été clonés et caractérisés, les mécanismes régulant et ordonnant leurs activités demeurent mal connus. De nombreuses équipes du regroupement étudient déjà ces processus. Parmi elles, les équipes SFG/MO et AI/CB s’intéressent aux enzymes responsables de l’assemblage du tétrasaccharide "linker" et aux effets régulateurs de modifications (phosphorylation, sulfatation…) de ce motif. Ces travaux ont donné lieu à une collaboration avec l’équipe CLB qui développe la production de sucres substrats ou inhibiteurs de ces enzymes en synthèse chimique (30, 31).  Les équipes FA, DPG et SFG/MO étudient le rôle de certaines enzymes de biosynthèse des HS, les 3-O-sulfotransférases, au cours des processus inflammatoires et immuns, dans la progression tumorale et dans les pathologies neurodégénératives (brevet: WO201353954) (15, 32, 33). Ces équipes disposent également d’un système d’analyse de l’expression de la plupart des enzymes de biosynthèse des HS par RT-PCR en temps réel (33), ainsi que des méthodes d’invalidation de ces enzymes (siRNA) qui permettent d’analyser au niveau cellulaire les conséquences fonctionnelles de changements de la structure des GAGs. L’équipe SFG/MO s’intéresse de plus à la régulation des promoteurs des gènes et à l’analyse des mécanismes et les voies de signalisation impliquées (34-36). Enfin, l’équipe RV/HLJ s’intéresse à l’agencement structural de ces enzymes dans l’appareil de Golgi, afin de mieux comprendre comment l’organisation de super-complexes enzymatiques peut orienter le mécanisme de synthèse.

Parallèlement à la biosynthèse, un deuxième mode de régulation de la structure des HS a été récemment mis en évidence. Celui-ci s’opère de manière post-synthétique, directement à la surface des cellules, via l’action d’enzymes extracellulaires. Parmi ces enzymes se trouvent les Sulfs, une famille de sulfatases qui catalysent une 6-O-désulfatation des HS matriciels et cellulaires en ciblant spécifiquement les motifs hautement sulfatés présents au cœur des domaines S du polysaccharide. Ces modifications, bien que limitées d’un point de vue structural (~5% de réduction du niveau de sulfatation global), ont d’importantes conséquences fonctionnelles pour les HS. Ainsi, les Sulfs affectent la capacité du polysaccharide à moduler l’activité d’un grand nombre de facteurs de croissance, de morphogènes et de chimiokines, et jouent un rôle crucial dans de nombreux processus physiologiques et pathologiques, tels que le développement, la régénération tissulaire et la progression tumorale (37). Pourtant, malgré l’intérêt que représentent les Sulfs pour l’ensemble de ces phénomènes, ces enzymes demeurent très mal connues. Des équipes du regroupement s’intéressent aussi à ces enzymes. L’équipe RV/HLJ explore le mécanisme enzymatique de désulfatation (38) et les caractéristiques structurales de ces enzymes. Des collaborations ont déjà été établies sur ce projet : avec l’équipe RD afin de localiser les sites de glycosylation et les ponts disulfure sur la protéine par spectrométrie de masse, et avec l’équipe DB/CLN afin de développer des mimétiques de GAGs synthétiques pouvant servir de substrats ou d’inhibiteurs de l’enzyme. Enfin, l’équipe FA étudie actuellement le rôle des Sulfs dans l’inflammation.

 

Axe 4 :  Applications

 

Jusqu’à récemment, l’utilisation de GAGs en clinique se limitait à l’héparine, qui demeure encore à ce jour la première source de composés anticoagulants en clinique,  mais les progrès scientifiques réalisés dans le domaine ont ouvert la voie vers de nouvelles applications thérapeutiques pour ces molécules. Ainsi, l’utilisation de GAGs ou de dérivés de GAGs a été proposée dans le traitement de pathologies aussi variées que l’asthme, la polyarthrite rhumatoïde, certaines formes de cancer, de maladies inflammatoires ou d’infections, et dans les phénomènes de rejets de greffe (39-42), et ce champ d’investigation demeure encore extrêmement ouvert. Des membres du regroupement contribuent activement à la recherche appliquée sur de telles molécules, et notamment sur le développement de mimétiques de GAGs actifs, plus simples à synthétiser et plus facilement transformables en médicament (drugability). Ainsi, des molécules dérivées de GAGs ont été proposées comme agent inhibiteur de l’IFNγ (équipe RV/HLJ, (43), Brevet WO 04/000887) de RANTES (équipe RV/HLJ, (44)), de l’infection par le VIH (équipes RV/HLJ et DB/CLN, (45), Brevet WO2012126833; Brevet WO2009098147) ou par le virus Nipah (équipe RV/HLJ, brevet EP11191401.6). L’équipe JMM a synthétisé des  mimes de CS montrant une forte interaction avec la protéine à homéodomaine Otx2 (impliquée dans la modulation de la plasticité visuelle au cours de la maturation du cerveau), ainsi qu'une interaction sélective avec le facteur de croissance HGF/SF et la chimiokine CXCL12 (46). L’équipe DPG a également développé des mimétiques de GAGs, nommés RGTA, dont les effets biologiques sur la régulation des ligands des HS ont des conséquences importantes dans le domaine de la régénération. L’équipe a démontré l’intérêt de l’utilisation de ces molécules dans la régulation du comportement cellulaire et dans le maintien de l’homéostasie tissulaire, et participé à leur développement préclinique et clinique. Deux RGTAs sont actuellement utilisés en clinique humaine pour le traitement de plaies chroniques comme les ulcères veineux du pied de diabétique et des ulcères de cornée ((47, 48), Brevets EP 1456247 et FR 01/15444). Des ligands spécifiques des GAGs ont également été développés par l’équipe PR dans le domaine de la cicatrisation cutanée (49). Enfin, de nombreuses molécules glucidiques sulfatées, issues notamment de ressources marines, telles que les algues et les bactéries marines, ont été décrites comme ayant des activités mimétiques des GAGs (50, 51). L’équipe de SCJ, spécialisée dans ce domaine, pourrait offrir aux membres du regroupement l’accès à de tels composés. Enfin, plusieurs équipes (SFG/MO, AI/CB, CLB, RV/HLJ) développent des précurseurs ou des inhibiteurs de la synthèse des GAGs (tels que les xylosides) qui, combinés à des stratégies de bioingénierie présentent des potentialités thérapeutiques intéressantes, notamment en régénération tissulaire (Brevet 2503562FR) (35, 52). De telles molécules représentent également des outils analytiques intéressants pour explorer la biologie des GAGs. 

Il est important de souligner que la plupart de ces développements s’appuient sur des approches biochimiques d’analyse des interactions protéines/GAGs, afin de préciser les caractéristiques structurales et fonctionnelles d’un motif inhibiteur potentiel, et de chimie, afin de mettre au point une stratégie de synthèse permettant d’obtenir ces produits en quantité suffisante pour des tests biologiques in vivo, des études pré-cliniques et leur passage en clinique humaine. L’objectif du GDR est donc de rassembler les différents acteurs de ces recherches, de faciliter les actions concertées et d’encourager les initiatives de recherche pluridisciplinaire avec un potentiel de valorisation. Ce potentiel répond aujourd’hui à un réel besoin de nouvelles stratégies thérapeutiques, notamment dans les domaines du cancer, des processus inflammatoires et de dégénérescence tissulaire, dans lesquels les GAGs jouent un rôle central.

 

Références

 

1.            Vassal-Stermann, E., Duranton, A., Black, A. F., Azadiguian, G., Demaude, J., Lortat-Jacob, H., Breton, L., and Vives, R. R. (2012) A New C-Xyloside Induces Modifications of GAG Expression, Structure and Functional Properties, PLoS One 7, e47933.

2.            Pegeot, M., Sadir, R., Eriksson, I., Kjellen, L., Simorre, J. P., Gans, P., and Lortat-Jacob, H. (2014) Profiling sulfation/epimerization pattern of full-length heparan sulfate by NMR following cell culture 13C-glucose metabolic labeling, Glycobiology.

3.            Huynh, M. B., Villares, J., Diaz, J. E., Christiaans, S., Carpentier, G., Ouidja, M. O., Sissoeff, L., Raisman-Vozari, R., and Papy-Garcia, D. (2012) Glycosaminoglycans from aged human hippocampus have altered capacities to regulate trophic factors activities but not Abeta42 peptide toxicity, Neurobiol Aging 33, 1005 e1011-1022.

4.            Venkatesan, N., Barre, L., Benani, A., Netter, P., Magdalou, J., Fournel-Gigleux, S., and Ouzzine, M. (2004) Stimulation of proteoglycan synthesis by glucuronosyltransferase-I gene delivery: a strategy to promote cartilage repair, Proc Natl Acad Sci U S A 101, 18087-18092.

5.            Huynh, M. B., Morin, C., Carpentier, G., Garcia-Filipe, S., Talhas-Perret, S., Barbier-Chassefiere, V., van Kuppevelt, T. H., Martelly, I., Albanese, P., and Papy-Garcia, D. (2012) Age-related changes in rat myocardium involve altered capacities of glycosaminoglycans to potentiate growth factor functions and heparan sulfate-altered sulfation, J Biol Chem 287, 11363-11373.

6.            Vives, R. R., Pye, D. A., Salmivirta, M., Hopwood, J. J., Lindahl, U., and Gallagher, J. T. (1999) Sequence analysis of heparan sulphate and heparin oligosaccharides, Biochem J 339, 767-773.

7.            Przybylski, C., Gonnet, F., Bonnaffe, D., Hersant, Y., Lortat-Jacob, H., and Daniel, R. (2010) HABA-based ionic liquid matrices for UV-MALDI-MS analysis of heparin and heparan sulfate oligosaccharides, Glycobiology 20, 224-234.

8.            Przybylski, C., Gonnet, F., Hersant, Y., Bonnaffe, D., Lortat-Jacob, H., and Daniel, R. (2010) Desorption electrospray ionization mass spectrometry of glycosaminoglycans and their protein noncovalent complex, Anal Chem 82, 9225-9233.

9.            Ortiz, D., Salpin, J. Y., Song, K., and Spezia, R. (2014) Galactose-6-Sulfate collision induced dissociation using QM + MMchemical dynamics simulations and ESI-MS/MS experimentsDaniel, International Journal of Mass Spectrometry 358, 25-35.

10.          Petitou, M., Casu, B., and Lindahl, U. (2003) 1976-1983, a critical period in the history of heparin: the discovery of the antithrombin binding site, Biochimie 85, 83-89.

11.          Sarrazin, S., Lamanna, W. C., and Esko, J. D. (2011) Heparan sulfate proteoglycans, Cold Spring Harb Perspect Biol 3.

12.          Avila, C. L., Torres-Bugeau, C. M., Barbosa, L. R., Sales, E. M., Ouidja, M. O., Socias, S. B., Celej, M. S., Raisman-Vozari, R., Papy-Garcia, D., Itri, R., and Chehin, R. N. (2014) Structural characterization of heparin-induced glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase protofibrils preventing alpha-synuclein oligomeric species toxicity, J Biol Chem 289, 13838-13850.

13.          Holmes, B. B., DeVos, S. L., Kfoury, N., Li, M., Jacks, R., Yanamandra, K., Ouidja, M. O., Brodsky, F. M., Marasa, J., Bagchi, D. P., Kotzbauer, P. T., Miller, T. M., Papy-Garcia, D., and Diamond, M. I. (2013) Heparan sulfate proteoglycans mediate internalization and propagation of specific proteopathic seeds, Proc Natl Acad Sci U S A 110, E3138-3147.

14.          Rouvinski, A., Karniely, S., Kounin, M., Moussa, S., Goldberg, M. D., Warburg, G., Lyakhovetsky, R., Papy-Garcia, D., Kutzsche, J., Korth, C., Carlson, G. A., Godsave, S. F., Peters, P. J., Luhr, K., Kristensson, K., and Taraboulos, A. (2014) Live imaging of prions reveals nascent PrPSc in cell-surface, raft-associated amyloid strings and webs, J Cell Biol 204, 423-441.

15.          Sepulveda-Diaz, J., Alavi Naini, S., Huynh, M., Ouidja, M., Yaniscostas, C., Chantepie, S., Villares, J., Lamari, F., Mensah-Nyagan, A., Raisman-Vozari, R., Soussi-Yaniscostas, N., and D., P.-G. 3-O-sulfotransferase-2 expression is critical for the abnormal phosphorylation of tau in Alzheimer’s disease-related tau pathology, Brain, In revision.

16.          Fermas, S., Gonnet, F., Sutton, A., Charnaux, N., Mulloy, B., Du, Y., Baleux, F., and Daniel, R. (2008) Sulfated oligosaccharides (heparin and fucoidan) binding and dimerization of stromal cell-derived factor-1 (SDF-1/CXCL 12) are coupled as evidenced by affinity CE-MS analysis, Glycobiology 18, 1054-1064.

17.          Bellon, S., Buchmann, W., Gonnet, F., Jarroux, N., Anger-Leroy, M., Guillonneau, F., and Daniel, R. (2009) Hyphenation of surface plasmon resonance imaging to matrix-assisted laser desorption ionization mass spectrometry by on-chip mass spectrometry and tandem mass spectrometry analysis, Anal Chem 81, 7695-7702.

18.          Fennouri, A., Przybylski, C., Pastoriza-Gallego, M., Bacri, L., Auvray, L., and Daniel, R. (2012) Single molecule detection of glycosaminoglycan hyaluronic acid oligosaccharides and depolymerization enzyme activity using a protein nanopore, ACS nano 6, 9672-9678.

19.          Vives, R. R., Crublet, E., Andrieu, J. P., Gagnon, J., Rousselle, P., and Lortat-Jacob, H. (2004) A novel strategy for defining critical amino acid residues involved in protein/glycosaminoglycan interactions, J Biol Chem 279, 54327-54333.

20.          Chautard, E., Fatoux-Ardore, M., Ballut, L., Thierry-Mieg, N., and Ricard-Blum, S. (2011) MatrixDB, the extracellular matrix interaction database, Nucleic acids research 39, D235-240.

21.          Fatoux-Ardore, M., Peysselon, F., Weiss, A., Bastien, P., Pratlong, F., and Ricard-Blum, S. (2014) Large-scale investigation of Leishmania interaction networks with host extracellular matrix by surface plasmon resonance imaging, Infect Immun 82, 594-606.

22.          Peysselon, F., and Ricard-Blum, S. (2014) Heparin-protein interactions: from affinity and kinetics to biological roles. Application to an interaction network regulating angiogenesis, Matrix Biol 35, 73-81.

23.          Liu, J., and Linhardt, R. J. (2014) Chemoenzymatic synthesis of heparan sulfate and heparin, Natural product reports.

24.          Xu, Y., Masuko, S., Takieddin, M., Xu, H., Liu, R., Jing, J., Mousa, S. A., Linhardt, R. J., and Liu, J. (2011) Chemoenzymatic synthesis of homogeneous ultralow molecular weight heparins, Science 334, 498-501.

25.          Barreteau, H., Richard, E., Drouillard, S., Samain, E., and Priem, B. (2012) Production of intracellular heparosan and derived oligosaccharides by lyase expression in metabolically engineered E. coli K-12, Carbohydr Res 360, 19-24.

26.          Sulka, B., Lortat-Jacob, H., Terreux, R., Letourneur, F., and Rousselle, P. (2009) Tyrosine dephosphorylation of the syndecan-1 PDZ binding domain regulates syntenin-1 recruitment, J Biol Chem 284, 10659-10671.

27.          Carulli, S., Beck, K., Dayan, G., Boulesteix, S., Lortat-Jacob, H., and Rousselle, P. (2012) Cell surface proteoglycans syndecan-1 and -4 bind overlapping but distinct sites in laminin alpha3 LG45 protein domain, J Biol Chem 287, 12204-12216.

28.          Rousselle, P., and Letourneur, F. (2009) Mysterious tasks of tyrosines in syndecan-1 cytoplasmic tail, ScientificWorldJournal 9, 629-632.

29.          Kreuger, J., and Kjellen, L. (2012) Heparan sulfate biosynthesis: regulation and variability, The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society 60, 898-907.

30.          Ait-Mohand, K., Lopin-Bon, C., and Jacquinet, J. C. (2012) Synthesis of variously sulfated biotinylated oligosaccharides from the linkage region of proteoglycans, Carbohydr Res 353, 33-48.

31.          Vibert, A., Lopin-Bon, C., and Jacquinet, J. C. (2009) From polymer to size-defined oligomers: a step economy process for the efficient and stereocontrolled construction of chondroitin oligosaccharides and biotinylated conjugates thereof: part 1, Chemistry (Weinheim an der Bergstrasse, Germany) 15, 9561-9578.

32.          Bui, C., Ouzzine, M., Talhaoui, I., Sharp, S., Prydz, K., Coughtrie, M. W., and Fournel-Gigleux, S. (2010) Epigenetics: methylation-associated repression of heparan sulfate 3-O-sulfotransferase gene expression contributes to the invasive phenotype of H-EMC-SS chondrosarcoma cells, Faseb J 24, 436-450.

33.          Deligny, A., Denys, A., Marcant, A., Melchior, A., Mazurier, J., van Kuppevelt, T. H., and Allain, F. (2010) Synthesis of heparan sulfate with cyclophilin B-binding properties is determined by cell type-specific expression of sulfotransferases, J Biol Chem 285, 1701-1715.

34.          Venkatesan, N., Barre, L., Bourhim, M., Magdalou, J., Mainard, D., Netter, P., Fournel-Gigleux, S., and Ouzzine, M. (2012) Xylosyltransferase-I regulates glycosaminoglycan synthesis during the pathogenic process of human osteoarthritis, PLoS One 7, e34020.

35.          Venkatesan, N., Tsuchiya, K., Kolb, M., Farkas, L., Bourhim, M., Ouzzine, M., and Ludwig, M. S. (2014) Glycosyltransferases and glycosaminoglycans in bleomycin and transforming growth factor-beta1-induced pulmonary fibrosis, American journal of respiratory cell and molecular biology 50, 583-594.

36.          Khair, M., Bourhim, M., Barre, L., Li, D., Netter, P., Magdalou, J., Fournel-Gigleux, S., and Ouzzine, M. (2013) Regulation of xylosyltransferase I gene expression by interleukin 1beta in human primary chondrocyte cells: mechanism and impact on proteoglycan synthesis, J Biol Chem 288, 1774-1784.

37.          Vives, R. R., Seffouh, A., and Lortat-Jacob, H. (2014) Post-Synthetic Regulation of HS Structure: The Yin and Yang of the Sulfs in Cancer, Frontiers in oncology 3, 331.

38.          Seffouh, A., Milz, F., Przybylski, C., Laguri, C., Oosterhof, A., Bourcier, S., Sadir, R., Dutkowski, E., Daniel, R., van Kuppevelt, T. H., Dierks, T., Lortat-Jacob, H., and Vives, R. R. (2013) HSulf sulfatases catalyze processive and oriented 6-O-desulfation of heparan sulfate that differentially regulates fibroblast growth factor activity, Faseb J 27, 2431-2439.

39.          Bartlett, A. H., and Park, P. W. (2010) Proteoglycans in host-pathogen interactions: molecular mechanisms and therapeutic implications, Expert Rev Mol Med 12, e5.

40.          Borsig, L. (2010) Heparin as an inhibitor of cancer progression, Prog Mol Biol Transl Sci 93, 335-349.

41.          Volpi, N. (2006) Therapeutic applications of glycosaminoglycans, Curr Med Chem 13, 1799-1810.

42.          Yamada, S., and Sugahara, K. (2008) Potential therapeutic application of chondroitin sulfate/dermatan sulfate, Curr Drug Discov Technol 5, 289-301.

43.          Sarrazin, S., Bonnaffe, D., Lubineau, A., and Lortat-Jacob, H. (2005) Heparan sulfate mimicry: a synthetic glycoconjugate that recognizes the heparin binding domain of interferon-gamma inhibits the cytokine activity, J Biol Chem 280, 37558-37564.

44.          Vives, R. R., Sadir, R., Imberty, A., Rencurosi, A., and Lortat-Jacob, H. (2002) A Kinetics and Modeling Study of RANTES(9-68) Binding to Heparin Reveals a Mechanism of Cooperative Oligomerization, Biochemistry 41, 14779-14789.

45.          Baleux, F., Loureiro-Morais, L., Hersant, Y., Clayette, P., Arenzana-Seisdedos, F., Bonnaffe, D., and Lortat-Jacob, H. (2009) A synthetic CD4-heparan sulfate glycoconjugate inhibits CCR5 and CXCR4 HIV-1 attachment and entry, Nat Chem Biol 5, 743-748.

46.          Despras, G., Bernard, C., Perrot, A., Cattiaux, L., Prochiantz, A., Lortat-Jacob, H., and Mallet, J. M. (2013) Toward libraries of biotinylated chondroitin sulfate analogues: from synthesis to in vivo studies, Chemistry (Weinheim an der Bergstrasse, Germany) 19, 531-540.

47.          Barritault, D., and Caruelle, J. P. (2006) [Regenerating agents (RGTAs): a new therapeutic approach], Annales pharmaceutiques francaises 64, 135-144.

48.          Ikeda, Y., Charef, S., Ouidja, M. O., Barbier-Chassefiere, V., Sineriz, F., Duchesnay, A., Narasimprakash, H., Martelly, I., Kern, P., Barritault, D., Petit, E., and Papy-Garcia, D. (2011) Synthesis and biological activities of a library of glycosaminoglycans mimetic oligosaccharides, Biomaterials 32, 769-776.

49.          Rousselle, P., Carulli, S., Chajra, H., Dayan, G., Pin, D., and Herbage, B. (2013) The syndecan binding sequence KKLRIKSKEK in laminin alpha3 LG4 domain promotes epidermal repair, Eur J Dermatol.

50.          Clement, M. J., Tissot, B., Chevolot, L., Adjadj, E., Du, Y., Curmi, P. A., and Daniel, R. (2010) NMR characterization and molecular modeling of fucoidan showing the importance of oligosaccharide branching in its anticomplementary activity, Glycobiology 20, 883-894.

51.          Colliec-Jouault, S., Bavington, C., and Delbarre-Ladrat, C. (2012) Heparin-like entities from marine organisms, Handbook of experimental pharmacology, 423-449.

52.          Talhaoui, I., Bui, C., Oriol, R., Mulliert, G., Gulberti, S., Netter, P., Coughtrie, M. W., Ouzzine, M., and Fournel-Gigleux, S. (2010) Identification of key functional residues in the active site of human {beta}1,4-galactosyltransferase 7: a major enzyme in the glycosaminoglycan synthesis pathway, J Biol Chem 285, 37342-37358.